已在人类中取得成效的方法有哪些？
目前最先进的人体内CRISPR疗法针对的是遗传性血管性水肿——一种导致严重肿胀发作的罕见遗传病。在一项包含10名患者的1期临床试验中，单次剂量的NTLA-2002（一种通过脂质纳米颗粒递送的CRISPR-Cas9疗法）在所有剂量水平下将每月发作次数平均减少了95%，且未出现严重不良事件[1]。这是首个已发表的人体试验，证明一次性体内CRISPR注射能够持久治疗遗传性疾病。
另一项人体研究针对眼部单纯疱疹病毒展开。三名患有严重疱疹性基质性角膜炎的患者在角膜移植手术期间，接受了一次CRISPR制剂注射至角膜。在平均18个月的随访中，病毒持续检测不到，且未发现脱靶编辑或全身性副作用[12]。这表明体内CRISPR对于局部病毒感染可能是安全有效的，尽管样本量极小。
美国食品药品监督管理局（FDA）已于2023年批准了首个基于CRISPR技术的疗法Casgevy用于治疗镰状细胞病，但该疗法属于体外治疗（即在体外编辑细胞）[14]。而体内疗法——即在体内直接编辑细胞——仍处于早期阶段，迄今仅有少数患者接受过治疗。
目前最大的障碍是什么？
递送是首要挑战。CRISPR组分必须抵达体内正确的细胞，同时避免被降解、引发免疫反应或编辑错误基因。脂质纳米颗粒（LNP）和腺相关病毒（AAV）是主要的递送载体，但各有缺陷：AAV可能引发免疫反应，高剂量时还会导致肝脏毒性；而LNP则可能无法高效抵达所有靶组织[8][11]。一项定量系统药理学模型显示，人体内LNP的内化速率比非人灵长类动物慢约5倍，这意味着人类给药可能需要更高剂量或更频繁[4]。
免疫原性是另一个主要问题。Cas9蛋白本身、递送载体，甚至经过编辑的细胞都可能引发免疫反应，从而降低疗效或导致副作用。一篇关于CRISPR疗法的综述指出，免疫原性引起的不良事件曾是基因治疗中的重大挫折，目前美国食品药品监督管理局（FDA）已针对这一问题提出了具体建议[13]。针对血管性水肿的1期临床试验确实报告了输液相关反应和疲劳，但未出现严重的免疫事件[1]。
脱靶编辑——即CRISPR在非目标位点切割基因组——仍存在风险，不过像碱基编辑器（可在不切断双链的情况下改变单个DNA碱基）这类新工具更为精准。在一项使用碱基编辑器靶向PCSK9的猴子研究中，编辑效果稳定维持了8个月，且未报告脱靶效应[7]。然而，人类中全面的长期安全性数据仍然缺乏[14]。
该领域下一步将走向何方？
下一波体内CRISPR疗法正瞄准高胆固醇等常见疾病。VERVE-201是一种通过CRISPR碱基编辑技术使ANGPTL3基因失活的疗法，在猴子实验中显示，单次给药可使循环中的ANGPTL3水平降低96%，效果持续超过600天[2]。另一种针对PCSK9的类似疗法在猴子体内将低密度脂蛋白胆固醇降低了约60%，效果至少维持8个月[7]。这两种都是针对心血管疾病的“一次性”治疗方案，而心血管疾病影响着数百万人。
癌症是另一个重要的前沿领域。体内CRISPR技术正被用于直接在体内改造CAR-T细胞，或识别新的药物靶点。例如，一项针对胶质母细胞瘤小鼠的CRISPR筛选发现了四个新的可成药靶点，这些靶点可能提高免疫疗法的效果[9][10]。另一项研究利用定向CRISPR文库发现，敲除REGNASE-1、SOCS1、PTPN2或P16INK4A基因可增强CAR-T细胞在实体瘤中的持久性，而其他编辑（如MED12）实际上使情况恶化[5]。这表明背景至关重要——在一种癌症类型中有效的方法，在另一种癌症中可能无效。
针对T细胞淋巴瘤的CRISPR编辑CAR-T疗法Senza5 CART5，其首次人体1期试验现已开始招募患者[3]。该疗法利用CRISPR技术从CAR-T细胞和健康T细胞中删除CD5，以防止细胞间的自相残杀（即细胞相互攻击）。试验将在最多30名患者中测试其安全性和有效性。若取得成功，这将成为首批用于癌症治疗的体内CRISPR编辑细胞疗法之一。
关于这些来源
该回答基于14篇经同行评审的研究——发表于2021年至2026年间，其中9篇为2024年及以后发表，10篇发表于Q1期刊，累计被引用1258次——这些研究是从15篇通过质量筛选的文献中选出的最具相关性的成果，而后者又源自从超过5亿篇论文的数据库中检索到的73篇文献。
本文引用的文献
CRISPR-Cas9体内基因编辑KLKB1治疗遗传性血管性水肿。
在一项针对10名遗传性血管性水肿患者的1期试验中，单次剂量的NTLA-2002（靶向KLKB1的CRISPR-Cas9疗法）使每月肿胀发作平均减少95%，且未出现严重不良事件。
一项体内CRISPR碱基编辑疗法，用于灭活ANGPTL3基因：VERVE-201开发候选药物的提名
针对ANGPTL3的CRISPR碱基编辑器VERVE-201的临床前数据显示，单次给药后，猴子体内循环ANGPTL3水平降低96%，且效果持续超过600天；在纯合子家族性高胆固醇血症的猴子模型中，该指标降低88-89%。
CD5缺失嵌合抗原受体细胞（Senza5 CART5）用于增强T细胞非霍奇金淋巴瘤免疫治疗：一项首次人体I期临床试验（NCT06420089）。
一项1期临床试验（NCT06420089）正在测试Senza5 CART5——一种针对T细胞淋巴瘤的CRISPR编辑CAR-T疗法，通过敲除CD5来防止自相残杀；目前患者招募已启动。
一个用于将体内CRISPR-Cas疗法从临床前转化到临床的定量系统药理学（QSP）平台
一项定量系统药理学模型预测，人体内LNP内化速率约为非人灵长类动物的五分之一，这一差异会影响体内CRISPR疗法的给药剂量。
一项体内CRISPR筛选揭示了在实体瘤模型中提升CAR-T细胞疗效的潜在靶点基因。
在小鼠体内进行的CRISPR筛选发现，REGNASE-1、SOCS1、PTPN2和P16INK4A是提高CAR-T细胞在实体瘤中持久性的最有效靶点，而敲除MED12、PRDM1和BATF则会产生不利影响。
用CRISPR/Cas基因组编辑革新体内治疗：突破、机遇与挑战
一项关于体内CRISPR/Cas疗法的综述强调，在完全实现临床转化之前，尤其是在癌症治疗中，增强特异性并最大程度减少脱靶效应至关重要。
体内CRISPR碱基编辑PCSK9可持久降低灵长类动物的胆固醇水平
在食蟹猴中，单次输注靶向PCSK9的脂质纳米颗粒递送CRISPR碱基编辑器，可使低密度脂蛋白胆固醇降低约60%，PCSK9降低约90%，且效果稳定持续至少8个月。
用于体内CRISPR基因编辑的病毒及非病毒纳米载体
一篇关于体内CRISPR递送的病毒与非病毒纳米载体的综述指出，AAV和LNP最具前景，但仍面临免疫原性、肝毒性和脱靶效应等挑战。
EXTH-16. 针对胶质母细胞瘤的协同脆弱性无偏发现：一种创新的<i>体内</i>CRISPR分析平台，旨在释放肿瘤靶向细胞因子疗法的潜力
在胶质母细胞瘤小鼠模型中进行的一项体内CRISPR筛选，鉴定出四个与L19-TNF免疫疗法具有协同作用的新型可成药靶点，目前该疗法正处于临床前测试阶段。
P12.19.A 揭示协同策略：CRISPR引导优化L19-TNF免疫细胞因子疗法在胶质母细胞瘤中的应用
同一胶质母细胞瘤CRISPR筛选的独立报告确认了四种与L19-TNF免疫治疗具有协同作用的药物，目前临床前评估正在进行中。
用于体内基因编辑治疗的CRISPR-Cas工具递送：趋势与挑战
一篇关于体内CRISPR编辑递送系统的综述指出，AAV会引发免疫原性和肝脏毒性，而VLP和LNP正作为更安全的替代方案崭露头角。
体内CRISPR基因编辑治疗疱疹性基质性角膜炎患者
三名患有疱疹性基质性角膜炎的患者，在接受单次角膜注射靶向HSV-1的CRISPR治疗后，病毒在18个月内保持检测不到，且未出现脱靶编辑或全身性不良事件。
CRISPR疗法的免疫原性——临床转化中的关键考量
一项关于CRISPR疗法免疫原性的综述指出，不良免疫反应是临床转化面临的主要障碍，而美国食品药品监督管理局（FDA）的建议现已对此作出应对。
CRISPR技术在疾病管理中的应用：临床转化与治疗潜力的最新综述
2025年的一篇综述指出，美国食品药品监督管理局（FDA）于2023年批准了首个基于CRISPR的疗法（Casgevy）用于治疗镰状细胞病，但体内CRISPR疗法在脱靶效应、递送和免疫反应方面仍面临挑战。